Особливості кореляції рівня функції та спастичності паретичної кінцівки за різних видів тканинної нейротрансплантації на моделі спінальної травми

V. V. Medvediev

doi:10.11603/2414-4533.2017.1.7247

Автор(и)

V. V. Medvediev Національна академія медичних наук України, ДУ Інститут нейрохірургії ім. акад. А. П. Ромоданова НАМН України

DOI:

https://doi.org/10.11603/2414-4533.2017.1.7247

Ключові слова:

травма спинного мозку, синдром посттравматичної спастичності, відновлення функції спинного мозку, тканинна нейротрансплантація, кореляція.

Анотація

Мета роботи: дослідити кореляцію рівня спастичності та функції паретичної кінцівки за різних видів тканинної нейротрансплантації на моделі спінальної травми.

Матеріали і методи. Тварини – білі безпородні щури-самці (5,5 міс, ~350 г), групи: “контроль” – лівобічний перетин половини поперечника спинного мозку на рівні Т₁₁ (n=16), “ТТНЦ” – аналогічна травма + негайна трансплантація тканини нюхової цибулини зрілого щура в зону ураження спинного мозку (n=34); “ТТФМ” – трансплантація тканини фетального мозочка щура (Е18) за аналогічних умов (n=15); “ТТФН” — трансплантація тканини фетальної нирки щура (Е18) за аналогічних умов (n=8). Дослідження показника функції (ПФ) та показника спастичності (ПС) задньої іпсилатеральної кінцівки (ЗІК) – шкала Basso–Beattie–Bresnahan (ВВВ) та шкала Ashworth відповідно.

Результати дослідження та їх обговорення. ТТНЦ забезпечує достовірну перевагу ПФ ЗІК із максимумом на 3-му тижні (3,7±0,5 бала ВВВ) з подальшим поступовим зменшенням до (2,4±0,6) бала ВВВ (24-й тиждень), зменшує вираження спастичності у ранньому періоді травми. ТТФМ перетворює динаміку ПФ ЗІК з прогредієнтної у константну з коливаннями ПФ ЗІК у межах 3–3,6 бала ВВВ протягом усього експерименту, достовірно підвищує рівень спастичності протягом 1–3-го тижня, у подальшому стабілізує ПС ЗІК на рівні 1,8–2,1 бала Ashworth. ТТФН зумовлює наявність прогредієнтної (1-й місяць) та прогредієнтно-константної (6–24-й тиждень) фаз динаміки ПФ ЗІК, достовірно потенціюючи спастичність протягом перших двох тижнів процесу. У динаміці спостереження характерна відсутність кореляції між середніми значеннями ПФ та ПС ЗІК для групи “ТТФМ”, слабка додатна кореляція для групи “контроль”, помірна додатна кореляція для групи “ТТФН”, сильна від’ємна кореляція для групи “ТТНЦ”. Кореляційний аналіз індивідуальних значень ПФ та ПС ЗІК впродовж експерименту та на кожному з термінів спостереження свідчить про переважання від’ємної кореляції між ними.

Висновок. Варіативність кореляції між ПФ та ПС ЗІК свідчить про суттєві відмінності широти охоплення супраспінальними впливами популяції мотонейронів ЗІК, їхнього виживання впродовж експерименту за різних видів нейротрансплантації.

Біографія автора

V. V. Medvediev, Національна академія медичних наук України, ДУ Інститут нейрохірургії ім. акад. А. П. Ромоданова НАМН України

к.мед.н., доцент, доцент кафедри нейрохірургії Національного медичного університету імені О.О. Богомольця

Посилання

Louie, D.R., Eng, J.J., & Lam, T. SCIRE Research Team (2015). Gait speed using powered robotic exoskeletons after spinal cord injury: a systematic review and correlational study. J. Neuroeng. Rehabil., 12 (82), 1–10. doi: 10.1186/s12984-015-0074-9.

López-Larraz, E., Trincado-Alonso, F., Rajasekaran, V., Pérez-Nombela, S., del-Ama, A.J., Aranda, J. ...Montesano, L. (2016). Control of an ambulatory exoskeleton with a brain–machine interface for spinal cord injury gait rehabilitation. Front. Neurosci., 10 (359), 1-15. doi: 10.3389/fnins.2016.00359.

Miller, L.E., Zimmermann, A.K., & Herbert, W.G. (2016). Clinical effectiveness and safety of powered exoskeleton-assisted walking in patients with spinal cord injury: systematic review with meta analysis. Med. Devices (Auckl)., 9, 455-466. doi: 10.2147/MDER.S103102.

Siebert, J.R, Eade, A.M., & Osterhout, D.J. (2015). Biomaterial approaches to enhancing neurorestoration after spinal cord injury: strategies for overcoming inherent biological obstacles. Bio. Med. Res. Int., 2015, 1-20. doi: 10.1155/2015/752572.

Tsintou, M., Dalamagkas, K., & Seifalian, A.M. (2015). Advances in regenerative therapies for spinal cord injury: a biomaterials approach. Neural Regen. Res., 10(5), 726-742. doi: 10.4103/1673-5374.156966.

Volpato, F.Z., Führmann, T., Migliaresi, C., Hutmacher, D.W., & Dalton P.D. (2013). Using extracellular matrix for regenerative medicine in the spinal cord. Biomaterials, 34(21), 4945-4955. doi: 10.1016/j.biomaterials.2013.03.057.

Leach, J.B., Achyuta, A.K.H., & Murthy, S.K. (2010). Bridging the divide between neuroprosthetic design, tissue engineering and neurobiology. Front. Neuroeng., 2(18), 1-19. doi: 10.3389/neuro.16.018.2009.

Siebert, J.R., Eade, A.M., & Osterhout, D.J. (2015). Biomaterial approaches to enhancing neurorestoration after spinal cord injury: strategies for overcoming inherent biological obstacles. BioMed Res. Int., 2015, 1-20. doi: 10.1155/2015/752572.

Tsintou, M., Dalamagkas, K., & Seifalian, A.M. (2015). Advances in regenerative therapies for spinal cord injury: a biomaterials approach. Neural Regen. Res., 10(5), 726-742. doi: 10.4103/1673-5374.156966.

Volpato, F.Z., Führmann, T., Migliaresi, C., Hutmacher, D.W., & Dalton, P.D. (2013) Using extracellular matrix for regenerative medicine in the spinal cord. Biomaterials, 34(21), 4945-4955. doi: 10.1016/j.biomaterials.2013.03.057.

Wu, J., Sun, T., Ye, C., Yao, J., Zhu, B., & He, H. (2012). Clinical observation of fetal olfactory ensheathing glia transplantation (OEGT) in patients with complete chronic spinal cord injury. Cell. Transplant., 21(1), 33-37. doi: 10.3727/096368912X633743.

van Gorp, S., Leerink, M., Kakinohana, O., Platoshyn, O., Santucci, C., Galik, J., ...Marsala, M. (2013). Amelioration of motor/sensory dysfunction and spasticity in a rat model of acute lumbar spinal cord injury by human neural stem cell transplantation. Stem Cell Res. Ther., 4(57), 1-22. doi: 10.1186/scrt209.

Nagayama, S., Homma, R., & Imamura, F. (2014). Neuronal organization of olfactory bulb circuits. Front. Neural Circuits, 8(98), 1-19. doi: 10.3389/fncir.2014.00098.

Hoshino, M. (2012). Neuronal subtype specification in the cerebellum and dorsal hindbrain. Dev. Growth Differ., 54(3), 317-326. doi: 10.1111/j.1440-169X.2012.01330.x.

Marzban, H., Del Bigio, M.R., Alizadeh, J., Ghavami, S., Zachariah, R.M., & Rastegar, M. (2015). Cellular commitment in the developing cerebellum. Front. Cell. Neurosci., 8(450), 1-26. doi: 10.3389/fncel.2014.00450.

Chang, J.C., Leung, M., Gokozan, H.N., Gygli, P.E., Catacutan, F.P., Czeisler, C., & Otero, J.J. (2015). Mitotic events in cerebellar granule progenitor cells that expand cerebellar surface area are critical for normal cerebellar cortical lamination in mice. J. Neuropathol. Exp. Neurol., 74(3), 261-272. doi:10.1097/NEN.0000000000000171.

Reidy, K.J., & Rosenblum, N.D. (2009). Cell and molecular biology of kidney development. Semin. Nephrol., 29(4), 321-337. doi: 10.1016/j.semnephrol.2009.03.009.

Woolf, A.S., Gnudi, L., & Long, D.A. (2009). Roles of angiopoietins in kidney development and disease. J. Am. Soc. Nephrol., 20(2), 239-244. doi: 10.1681/ASN.2008020243.

Hu, Y., Gomez, A., & Sequeira-Lopez, M.L.S. (2015). Hemovascular progenitors in the kidney require sphingosine-1-phosphate receptor 1 for vascular development. J. Am. Soc. Nephrol., 27(7), 1984-1995. doi: 10.1681/ASN.2015060610.

Halt, K.J., Parssinen, H.E., Junttila, S.M., Saarela, U., Sims-Lucas, S., Koivunen P., ...Vainio S.J. (2016). CD146+ cells are essential for kidney vasculature development. Kidney Int., 90(2), 311-324. doi: 10.1016/j.kint.2016.02.021.

Tsymbaliuk, V.I., Medvediev, V.V., Semenova, V.M., Grydina, N.Ya., Senchyk, Yu.Yu., Velychko, O.M. et al. (2016). Model peresichennia polovyny poperechnyka spynoho mozku. I. Tekhnichni, patomorfolohichni ta kliniko-experymentalni osoblyvosti [The model of spinal cord lateral hemisection. Part I. The technical, pathomorphological, clinical and experimental peculiarities]. Ukr. Neirokhirurh. Zhurnal – Ukrainian Neurosurgical Journal, 2, 18–27 [in Ukrainian].

Dong, H.W., Wang, L.H., Zhang, M., & Han, J.S. (2005). Decreased dynorphin A (1–17) in the spinal cord of spastic rats after the compressive injury. Brain Res. Bull., 67(3), 189-195. doi: 10.1016/j.brainresbull.2005.06.026.