Особливості культивування та кріоконсервування стовбурових клітин щурів та їх взаємодія із ліофілізованим ацелюлярним матриксом
DOI:
https://doi.org/10.61751/bmbr.2706-6290.2023.2.51Ключові слова:
культура in vitro, кріоконсервація, пуповина, м’язи, дерма, ліофілізований матрикс, перикардАнотація
Через стрімкий розвиток регенеративної медицини у ХХІ столітті особливої актуальності набувають вивчення терапевтичного потенціалу стовбурових клітин як у доклінічних дослідженнях, так і в клінічних трайлах. Доклінічні дослідження на тваринах дають змогу в деталях з’ясувати механізми дії алогенних клітинних препаратів, вивчити їхню регенеративну активність, фармакодинаміку та можливі побічні ефекти. Метою дослідження був підбір оптимальних умов для отримання, вирощування та кріозберігання мезенхімальних стовбурових клітин щурів та аналіз їхньої взаємодії з ліофілізованим ацелюлярним матриксом. У ході дослідження було застосовано ферментативний метод для отримання первинних культур клітин з пуповини, дерми та м’язів плодів Rattus norvegicus. Культури клітин були культивовані in vitro, а темпи проліферації клітинних ліній були аналізовані за допомогою інвертованого мікроскопа. Крім того, здійснювалося кріоконсервування для зберігання клітинних матеріалів. Взаємодію мезенхімальних стовбурових клітин із ацелюлярним матриксом та кріоконсервацію отриманих клітин проводили на 4 та 5 пасажах. Показано, що для вирощування отриманих ліній мезенхімальних стовбурових клітин з пуповини та дерми плодів щурів оптимальним є поживне середовище DMEM/F12 Advanced. Встановлено, що спосіб розморожування клітинної суспензії шляхом 10-кратного розведення диметилсульфоксиду є ефективнішим за альтернативний спосіб негайного усунення кріопротектора за допомогою центрифугування. З’ясовано, що ліофілізований ацелюлярний дермальний матрикс цитотоксично впливає на усі культивовані щурячі клітини, в той час, як перикардіальний матрикс проявляв позитивний ефект на ріст досліджуваних клітинних ліній. Таким чином, підібрано оптимальне живильне середовище та умови для заморожування/розморожування стовбурових клітин щурів, а також визначено вплив на отримані клітинні лінії ліофілізованого ацелюлярного матриксу, що планувався для терапевтичного використання
Отримано: 30.03.2023 | Переглянуто: 30.05.2023 | Прийнято: 26.06.2023
Посилання
Budash HV, Bilko NM. Embryonic and induced pluripotent stem cells and their differentiation in the cardiomyocyte direction in the presence of dimethyl sulfoxide. Cytol. Genet. 2019;53:34–41. DOI: 10.3103/S0095452719010055
Ray SK, Mukherjee S. Clinical practice of umbilical cord blood stem cells in transplantation and regenerative medicine – prodigious promise for imminent times. Recent Pat Biotechnol. 2022;16(1):16–34. DOI: 10.2174/1872208315666211026103227
Redko O, Dovhalyuk A, Dovbush A, Nebesna Z, Yakubyshyna L, Krynytska I. Liver injury associated with acute respiratory distress syndrome and the prospects of mesenchymal stem cells therapy for liver failure. Cell Organ Transpl. 2021;9(2):136–42. DOI: 10.22494/cot.v9i2.130
Börger V, Bremer M, Ferrer-Tur R, Gockeln L, Stambouli O, Becic A, Giebel B. Mesenchymal stem/stromal cell-derived extracellular vesicles and their potential as novel immunomodulatory therapeutic agents. Int J Mol Sci. 2017;18(7):1450. DOI: 10.3390/ijms18071450
Lopes-Pacheco M, Robba C, Rocco PRM, Pelosi P. Current understanding of the therapeutic benefits of mesenchymal stem cells in acute respiratory distress syndrome. Cell Biol Toxicol. 2020;36:83–2. DOI: 10.1007/s10565-019-09493-5
Chaleshtori SS, Dezfouli MRM, Fakhr MJ. Mesenchymal stem/stromal cells: The therapeutic effects in animal models of acute pulmonary diseases. Respir Res. 2020;21:110. DOI: 10.1186/s12931-020-01373-5
Cao J, Hou S, Ding H, Liu Z, Song M, Qin X, et al. In vivo Tracking of systemically administered allogeneic bone marrow mesenchymal stem cells in normal rats through bioluminescence imaging. 2016;3970942. DOI: 10.1155/2016/3970942
Miao J, Ren Z, Zhong Z, Yan L, Xia X, Wang J, Yang J. Mesenchymal stem cells: Potential therapeutic prospect of paracrine pathways in neonatal infection. J Interferon Cytokine Res. 2021 Oct;41(10):365–74. DOI: 10.1089/jir.2021.0094
Fu X, Liu G, Halim A, Ju Y, Luo Q, Song G. Mesenchymal stem cell migration and tissue repair. Cells. 2019;8(8):784. DOI: 10.3390/cells8080784
Keshtkar S, Azarpira N, Ghahremani MH. Mesenchymal stem cell-derived extracellular vesicles: novel frontiers in regenerative medicine. Stem Cell Res Ther. 2018;9(1):63. DOI: 10.1186/s13287-018-0791-7
Park KS, Bandeira E, Shelke GV, Lässer C, Lötvall J. Enhancement of therapeutic potential of mesenchymal stem cell-derived extracellular vesicles. Stem Cell Res Ther. 2019;10(1):288. DOI: 10.1186/s13287-019-1398-3
Alzahrani FA, Saadeldin IM, Ahmad A, Kumar D, Azhar EI, Siddiqui AJ, et al. The potential use of mesenchymal stem cells and their derived exosomes as immunomodulatory agents for COVID-19 patients. Stem Cells Int. 2020;8835986. DOI: 10.1155/2020/8835986
Bhattacharya SA, Prajapati BG. A review on cryoprotectant and its modern implication in cryonics. Asian J Pharm. 2016;10(3):1–6. Available from: https://www.researchgate.net/publication/305323767_A_Review_on_Cryoprotectant_and_its_Modern_Implication_in_Cryonics
Marquez-Curtis LA, Janowska-Wieczorek A, McGann LE, Elliott JAW. Mesenchymal stromal cells derived from various tissues: Biological, clinical and cryopreservation aspects. Cryobiology. 2015 Oct;71(2):181–97. DOI: 10.1016/j.cryobiol.2015.07.003
Awan M, Buriak I, Fleck R, Fuller B, Goltsev A, Kerby J, et al. Dimethyl sulfoxide: A central player since the dawn of cryobiology, is efficacy balanced by toxicity? Regen Med. 2020;15(3):1463–91. DOI: 10.2217/rme-2019-0145
Fedoniuk LY, Kulyanda IS, Dovgalyuk AI, Lomakina YV, Kramar SB, Kulianda OO, Valko OO. Morphological characteristics of acellular dermal matrix manufacturing. Wiad Lek. 2021;74(3 p.I):418–22. DOI: 10.36740/WLek202103107
Krynytska IY, Dovhalyuk AI. Research on the regenerative potential of cellular therapy agents in acute respiratory distress syndrome. In: Ministry of Health [Internet]. 2023 [cited 2023 June 5]. Available from: https://www.tdmu.edu.ua/naukovo-doslidni-roboty-shho-finansuyutsya-ministerstvom-ohorony-zdorov-ya/
European Convention for the Protection of Vertebrate Animals used for Experimental and other Scientific Purposes (ETS No. 123). Available from: https://www.coe.int/en/web/conventions/full-list?module=treaty-detail&treatynum=123
Law of Ukraine No. 3447-IV “On Protection of Animals from Cruelty” (21.02.2006). Available from: https://zakon.rada.gov.ua/laws/show/3447-15#n45
Dzhyvak VG, Dovhalyuk AI, Paliy IR, Klishch IM. Research of stimulating efficiency of blood allogeneic plasma fractions on cell proliferation in vitro conditions. J Educ Health Sport. 2020;10(8):559–69. DOI: 10.12775/JEHS.2020.10.08.068
Heger JI, Froehlich K, Pastuschek J, Schmidt A, Baer C, Mrowka R, et al. Human serum alters cell culture behavior and improves spheroid formation in comparison to fetal bovine serum. Exp Cell Res. 2018 Apr 1;365(1):57–65. DOI: 10.1016/j.yexcr.2018.02.017
Kim JH, Jo CH, Kim HR, Hwang YI. Comparison of immunological characteristics of mesenchymal stem cells from the periodontal ligament, umbilical cord, and adipose tissue. Stem Cells Int. 2018 Apr 1;2018:8429042. DOI: 10.1155/2018/8429042
Ecke A, Lutter AH, Scholka J, Hansch A, Becker R, Anderer U. Tissue specific differentiation of human chondrocytes depends on cell microenvironment and serum selection. Cells. 2019 Aug;8(8):934. DOI: 10.3390/cells8080934
McGarvey SS, Ferreyros M, Kogut I, Bilousova G. Differentiating induced pluripotent stem cells toward mesenchymal stem/stromal cells. Methods Mol Biol. 2022;2549:153–67. DOI: 10.1007/7651_2021_383
Kohno Y, Lin T, Pajarinen J, Romero-Lopez M, Maruyama M, Huang JF, et al. Osteogenic ability of rat bone marrow concentrate is at least as efficacious as mesenchymal stem cells in vitro. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 2019;107(8):2500–6. DOI: 10.1002/jbm.b.34340
Mitchell A, Rivas KA, Smith R III, Watts AE. Cryopreservation of equine mesenchymal stem cells in 95% autologous serum and 5% DMSO does not alter post-thaw growth or morphology in vitro compared to fetal bovine serum or allogeneic serum at 20% or 95% and DMSO at 10% or 5%. Stem Cell Res Ther. 2015;6:231. DOI: 10.1186/s13287-015-0230-y
Lässer C, Jang SC, Lötvall J. Subpopulations of extracellular vesicles and their therapeutic potential. Mol Aspects Med. 2018 Apr;60:1–14. DOI: 10.1016/j.mam.2018.02.002
Mathew DD, Sharma AK, Kumar N, Kumar V, Maiti SK, Remya V, et al. Safety study of xenogenic mesenchymal stem cells seeded rat dermal matrix in healing of skin defects. Trends Biomater Artif Organs. 2021 Jul;35(2):148–60. Available from: https://www.researchgate.net/publication/343725075_Safety_study_of_xenogenic_mesenchymal_stem_cells_seeded_rat_dermal_matrix_in_healing_of_skin_defects
Nassiri Mansour R, Hasanzadeh E, Abasi M, Gholipourmalekabadi M, Mellati A, Enderami SE. The effect of fetal bovine acellular dermal matrix seeded with Wharton's Jelly mesenchymal stem cells for healing full-thickness skin wounds. Genes. 2023 Apr;14(4):909. DOI: 10.3390/genes14040909
##submission.downloads##
Опубліковано
Як цитувати
Номер
Розділ
Ліцензія
Авторське право (c) 2026 Вісник медичних і біологічних досліджень
Ця робота ліцензується відповідно до Creative Commons Attribution 4.0 International License.
